Anales Cientícos, 79 (2): 386- 392 (2018)
ISSN 2519-7398 (Versión electrónica)
DOI: http://dx.doi.org/10.21704/ac.v79i2.894
Website: http://revistas.lamolina.edu.pe/index.php/acu/index
© Universidad Nacional Agraria La Molina, Lima - Perú
Presentado: 10/01/2018
Aceptado: 12/12/2018
Prueba de tetrazolio en semillas de espárrago (Asparagus ofcinalis L.)
Tetrazolium test for asparagus (Asparagus ofcinalis L.) seeds
Cinthia Belinda Valdivia Trujillo
1
*; Cecilia Emperatriz Figueroa Serrudo
2
; Mercedes Flores Pimentel
3
*Autor de correspondencia
Resumen
El objetivo consiste en determinar el pre tratamiento más adecuado para la prueba de tetrazolio en semillas de espárrago.
La metodología está dividida en dos etapas: en la primera, se analizan 140 semillas para la descripción morfológica, la
estructura interna y la descripción del proceso de germinación. En la segunda etapa, se realizan los ensayos de viabilidad
y germinación. En el ensayo de germinación se utilizan 400 semillas, se usa papel toalla como sustrato, con temperaturas
alternas de 20 y 30 °C durante 28 días. En el ensayo de viabilidad se utilizan 1200 semillas y se emplea un diseño
completamente al azar (DCA) con arreglo factorial 3x2x2. Los factores estudiados se clasican en tres: forma de la
humidicación (SP, EP, A), tiempo de humidicación (24 y 48 horas) y tiempo de inmersión en tetrazolio (12 y 24 horas).
Entre los principales resultados se establece que la semilla de Asparagus ofcinalis es completa, tiene el endospermo
córneo y el embrión se encuentra en la parte central. La semilla tiene una germinación hipogea, la germinación se inicia
en promedio al séptimo día. En el ensayo de viabilidad se determina estadísticamente que la mejor condición es la
combinación de los factores principales: forma de humidicación y tiempo de humidicación. Finalmente, se concluye
que las semillas de espárrago necesitan de un pre tratamiento de 48 horas en agua para que el tetrazolio pueda reaccionar
adecuadamente.
Palabras clave: Asparagus ofcinalis; semilla, morfología; germinación; viabilidad; tetrazolio; pre tratamientos.
Abstract
The objective is to determine the most suitable pretreatment for the tetrazolium test in asparagus seeds. The methodology
is divided into trials, the rst one is analyzed 140 seeds for morphologic description, internal structure and description
of the germination process. In the second stage the tests of viability and germination is made. Second trial is included
400 seeds for the germination test using as a substrate paper towel, with alternating temperaturas of 20 and 30 °C during
28 days. For viability test 1200 seeds is analyzed in a completely randomized design (CRD) with factorial distribution.
Factors studied are: humidication type (TP, BP, W), humidication time (24 and 48 hours) tetrazolium inmersion time
(12 and 24 hours). Asparagus ofcinalis seed is complete, it has a corneus endosperm and in the central part is the
embryo. It has a hypogeal germination, beginning germination aproxymately the seventh day. Viability test is showed
that the best conditions were water soaking by 48 hours.
Keywords: Asparagus ofcinalis; seed; morphology; germination; viability; tetrazolium test; pre treatments.
1
Departamento Académico de Fitotecnia, Facultad de Agronomía, Universidad Nacional Agraria La Molina, Apartado postal 12 – 056 – La Molina,
Lima, Perú. Email: 20070075@lamolina.edu.pe
2
Departamento Académico de Fitotecnia, Facultad de Agronomía, Universidad Nacional Agraria La Molina, Apartado postal 12 – 056 – La Molina,
Lima, Perú. Email: cecilia_gueroa@lamolina.edu.pe
3
Departamento Académico de Biología, Facultad de Ciencias, Universidad Nacional Agraria La Molina, Apartado postal 12 – 056 – La Molina, Lima,
Perú. Email: mores@lamolina.edu.pe
1. Introducción
La prueba de germinación del espárrago dura 28 días
(ISTA, 2011) y la prueba de tetrazolio (ISTA, 2011) no
cuenta con una metodología estandarizada. No obstante, el
crecimiento de las agroexportaciones en el período 2010-
2014 fue del 56 % con un aumento en los mercados de
destino, productos exportados y agroexportadores (IICA,
2016). El Perú se ubica a nivel global como el primer país
exportador de espárrago fresco, quinua y maca; el segundo
de palta y mango frescos, el tercero de banano orgánico,
el cuarto de pimientos y el quinto de uva de mesa, logros
que lo han perlado entre los diez países exportadores de
alimentos más importantes del mundo (IICA, 2018).
En diciembre del 2017, el Índice de la Producción
Agropecuaria (IPA) registró un signicativo aumento
de 11,47 % con respecto a diciembre 2016, debido a la
mejora sustancial de la producción agrícola liderada por
cultivos como la uva, arroz cáscara, maíz amarillo duro,
plátano, papa, cebolla, cacao, alcachofa, espárrago, ajo,
sandia, piña, pallar grano seco, entre otros (INEI, 2018).
Los productos agrícolas que más incidieron al alza del IPA
fueron la uva 106.89 %, el arroz cáscara 18.11 %, el maíz
amarillo duro 37,37 %, el plátano 30,13 %, la papa 16,39
%, la cebolla 40,51 %, el cacao 33,53 %, la alcachofa
44,82 %, el espárrago 5,61 %, el ajo 27,42 %, la sandía
139,63 %, la piña 16,85 % y el pallar grano seco 44,12
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% entre los principales (INEI, 2018). El valor bruto de la
producción del espárrago a diciembre del 2016 fue 100
millones de soles; en cambio en diciembre del siguiente
año alcanzó 105,7 millones de soles (SIEA, 2017). La
producción nacional del espárrago en diciembre del 2016
alcanzó 32,8 miles de t; en cambio, en el mismo mes del
2017 se obtuvo 34,6 miles de t (INEI, 2018; SIEA, 2017).
Por lo tanto, se decidió trabajar una propuesta para reducir
el tiempo del análisis para las semillas de espárrago y así
poder llenar el vacío de información que existía dentro de
las normas ISTA. En este sentido, el objetivo principal de
la investigación fue determinar las condiciones adecuadas
para la prueba de viabilidad.
2. Materiales y métodos
Los ensayos se realizaron en la Universidad Nacional
Agraria la Molina (UNALM), ubicada en el distrito
de La Molina, provincia de Lima, Perú, a 240 msnm
aproximadamente.
El estudio comprendió dos etapas, la primera se realizó
en el Laboratorio de Taxonomía y Anatomía Vegetal del
Departamento Académico de Biología de la Facultad de
Ciencias, en esta se hicieron los estudios de morfología
y estructura interna de la semilla. La segunda etapa se
realizó en el Laboratorio de Semillas del Departamento
Académico de Fitotecnia de la Facultad de Agronomía
y aquí se llevaron a cabo los ensayos de viabilidad y
germinación.
Material Vegetal
El Departamento Académico de Horticultura facilitó
las semillas de Asparagus ofcinalis L. ‘UC-157’ F1
importadas de California Asparagus Seed and Transplant
Inc. Las semillas fueron cosechadas el 2008 y conservadas
a 7 °C bajo oscuridad en una bolsa hermética.
Estudio Morfológico
En esta etapa se realizó la descripción morfológica de la
estructura externa e interna de la semilla y del proceso de
germinación, para los cuales se utilizaron 140 semillas que
se separaron en tres grupos.
El primer grupo conformado por 20 semillas, fue para
el estudio de la estructura interna. Previamente, las semillas
fueron remojadas en agua por 24 horas, después fueron
hervidas por 20 minutos, devido a la dureza de la semilla.
Se realizaron cortes longitudinales y transversales a la
semilla y se determinó la posición del embrión, la forma
y sus componentes, así también se observó el endospermo.
Por otro lado, se reconocieron los rasgos externos de la
semilla. Se utilizó un estereoscopio de marca Leica con
Zoom 2000, una navaja y lugol para el reconocimiento
de las partes de la semilla. Al segundo grupo conformado
por 20 semillas, se le medió el largo, el ancho y el espesor
utilizando papel milimetrado. Luego las semillas fueron
cortadas longitudinalmente para extraer el embrión y
determinar su longitud. Finalmente, el tercer grupo,
conformado por 100 semillas, se les puso a germinar en
papel toalla enrollado a temperatura ambiente. A partir del
día siete se empezó a extraer la plántula más saludable y
mejor desarrollada, con la nalidad de describir el proceso
de germinación. Luego, las evaluaciones fueron cada dos
días.
Se realizó una primera evaluación a los 10 días para
cuanticar el número de plántulas normales, tal como lo
establece Bekendam y Grob (1980) y AOSA (2005). Al
nalizar la prueba, se llevó a cabo la segunda evaluación
donde se identicaron plántulas normales y anormales,
semillas frescas, duras, y muertas (Bekendam y Grob,
1980; AOSA, 2005), y se calcularon los respectivos
porcentajes.
Ensayo de Germinación
Los requerimientos para los ensayos de germinación de
Asparagus ofcinalis fueron tomados de las normas ISTA
(2011). Se utilizó un cuarto grupo de 400 semillas tomadas
al azar. Luego se dividieron en 4 grupos de 100 semillas
cada uno. Las semillas de cada repetición se colocaron con
una adecuada separación sobre el papel toalla previamente
humedecido con agua destilada. Finalmente, se procedió
a enrollar cada papel toalla húmeda con las semillas y
los cuatro rollos se colocaron en un envase de plástico
con tapa, y este a su vez se puso dentro de la cabina de
germinación Seedburo.
El sustrato se mantuvo húmedo durante los 28 días que
duró el ensayo (ISTA, 2011). La temperatura dentro de la
cabina fue alterna (20 °C por 16 horas y 30 °C durante
8 horas) (ISTA, 2011). La iluminación articial se reguló
automáticamente dentro de la cabina las 24 horas para
asegurar un buen desarrollo de las plántulas que permitió
una acertada evaluación (Figura 1).
Figura 1. Cabina de germinación Seedburo con luz
articial y control analógico de la temperatura
Ensayo de Viabilidad
La preparación de la semilla, así como la evaluación y la
cuanticación de los resultados se realizaron en base a las
reglas establecidas por ISTA (2011) y por Adam (2007)
para el género Allium. En el ensayo se utilizaron 1200
semillas conducidas en un diseño completamente al azar
(DCA) con arreglo factorial 3x2x2 y 4 repeticiones.
Los tres factores para evaluar la viabilidad de las semillas
de Asparagus ofcinalis fueron los siguientes:
Prueba de tetrazolio en semillas de espárrago (Asparagus ofcinalis L.)
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• Factor “forma de la humidicación” (H): sobre papel
(SP), entre papel (EP) y remojo en agua (A).
• Factor “tiempo de humidicación” (T): 24 y 48 horas
• Factor “tiempo de inmersión en tetrazolio” (I): 12 y
24 horas.
El experimento se inició humidicando las semillas
con formas y tiempos diferentes (Figura 2).
SP
EP A
Figura 2. Forma de la humidicación. (SP) Sobre papel.
(EP) Entre papel. (A) Remojo en agua
Figura 3. Esquema del corte longitudinal de la semilla de
espárrago
Luego se hicieron cortes longitudinales a las semillas
(Figura 3) y las mitades cortadas fueron colocadas en el
tetrazolio al 0,5 % dentro de una estufa Selecta Conterm
464294 a 20 °C para facilitar la imbibición y la reacción
del reactivo.
Los porcentajes de semillas viables y no viables se
determinaron tomando como referencia los patrones de
tinción propuestos por Adam (2007) para cebolla. Las
semillas viables fueron aquellas con el embrión totalmente
teñido o con mínimas zonas sin teñir, y las semillas no
viables fueron aquellas con zonas sin teñir, con mínimas
zonas teñidas o aquellas en donde se observaron el punto
de inserción entre el cotiledón y la plúmula sin teñir
(Adam, 2007).
3. Resultados y discusión
Características Morfológicas
La semilla de Asparagus ofcinalis presenta testa,
endospermo y embrión (Figura 5), tal como lo señala
Stevens (2018) para la subfamilia Asparagoideae
(Regalado, 1992). A esta semilla se la considera completa
por contener los tres componentes. En cuanto a la testa y
al endospermo son de consistencia dura, lo que coincide
con las observaciones de Robbins y Borthwick (1925),
quienes sostienen que la testa es de carácter lignicado
y el endospermo es córneo. En la supercie externa de la
semilla se ha observado al funículo como una cicatriz, y al
micrópilo como una pequeña depresión de la testa (Figura
4). Esta última tiene color negro, namente rugoso y
poroso. Robbins y Borthwick (1925) también describieron
a la testa de color negro, namente rugosa y un tanto frágil
(Figura 4).
Las semillas han presentado dos tipos de formas:
achatada y redonda. Esto coincide con la descripción de
Montes (1992), quien arma que si dos óvulos desarrollan
en una sola cavidad de la baya las supercies que entran
en contacto llegarán a achatarse debido a la presión mutua;
en cambio, si un óvulo individual desarrolla en la cavidad,
su forma será completamente redondeada. El tamaño
promedio de las semillas fue 3,8 mm de largo, 3,2 mm de
ancho y 2,6 mm de espesor.
En las secciones longitudinales de la semilla se observa
al embrión ubicado en la parte central de la semilla,
rodeado por el endospermo (Figura 5), tal como lo indica
Regalado (1992). El embrión presenta forma lineal y se
encuentra paralelo al eje de la semilla respecto al funículo
y micrópilo (Figura 5 A y B). El embrión se observa de
color blanco, de estructura esbelta y liforme, lo que
señala Robbins y Borthwick (1925) para espárrago. El
tamaño promedio del embrión fue de 3,5 mm (su tamaño
varió respecto al tamaño de la semilla, entre más grande
era la semilla, más grande era el embrión). El embrión está
constituido por tres partes: cotiledón, plúmula y radícula
(Figura 5 C y D). En la Figura 5 se observa que la radícula
se ubica hacia el micrópilo y el cotiledón se orienta hacia
la zona calazal y este es de ápice obtuso.
La semilla entera sin testa (Figura 5B) y la cortada
longitudinalmente (Figura 5D) reaccionaron con el lugol
debido probablemente a la presencia de hemicelulosa que
se almacena en las paredes de las células (Montes, 1992).
Proceso de Germinación de las Semillas
En el proceso de germinación de Asparagus ofcinalis
(Figura 6) se pudieron distinguir las tres fases propuestas
por Herrera et al. (2006):
Fase de imbibición: Esta fase ocurrió entre los 0 y 6 días,
C. B. Valdivia et al. / Anales Cientícos 79 (2): 386 - 392 (2018)
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Figura 4. Supercie externa de la semilla de espárrago
Figura 5. Características morfológicas
A) Semilla con testa y sin lugol, se muestra la orientación del corte
longitudinal. B) Semilla sin la testa y con lugol, se muestra la
orientación del corte longitudinal. C) SSección longitudinal de la
semilla y sin lugol, se observa el embrión. D) Sección longitudinal de
la semilla con lugol. Se observa el endospermo coloreado de amarillo.
Figura 6. Proceso de germinación de Asparagus ofcinalis
A) La semilla empieza a absorber agua y se hincha.
B) Día 7, emergencia de la radícula (1 mm).
C) Día 9, crecimiento radicular (3 mm) y se inicia el crecimiento de los pelos
absorbentes.
D) Día 11, crecimiento radicular (4.5 mm) e inicio de la elongación del
epicotilo que empuja a la plúmula (1.5 mm).
E) Día 13, crecimiento radicular (5 mm) y elongación de la plúmula (2 mm).
F) Día 15, el crecimiento radicular es de 20 mm y la elongación de la plúmula
(4 mm).
G) Día 17, el crecimiento radicular es de 26 mm y crecimiento de la plúmula
(5 mm).
H) Día 19, el crecimiento radicular es de 30 mm y de la plúmula 12 mm.
I) Día 21, crecimiento radicular (42 mm) y elongación de la plúmula (23 mm).
Fase de emergencia de la radícula: En esta última
fase se inició la emergencia de la radícula en el día siete
(Figura 6B). Aquí concluyó el proceso de germinación
(Bewley y Black, 1994) desde el punto de vista siológico.
El crecimiento subsecuente es considerado un proceso
separado (Herrera et al., 2006). Los procesos que ocurren
en la naciente plántula, tales como la movilización de las
y en este tiempo los tejidos de la semilla absorbieron una
intensa cantidad de agua (Figura 6A). Dicho incremento
estuvo acompañado de un aumento proporcional en la
actividad respiratoria (García et al., 2006).
Fase de activación de procesos metabólicos o
germinación sensu stricto: En esta fase se dio inicio a
la actividad enzimática y al metabolismo respiratorio,
translocación y asimilación de las reservas alimenticias
en las regiones de crecimiento del embrión (Vázquez et
al., 1997). La germinación sensu stricto no incluye, por
lo tanto el crecimiento de la plántula, el cual comienza
cuando la germinación termina (Bewley y Black, 1994).
principales reservas de almacenamiento no son parte de la
germinación, sino son eventos postgerminación (Bewley y
Black, 1994).
Entre los días 7 y 10, se observó el crecimiento solo de
la radícula (Figura 6B y C). El día 11, el epicotilo empezó
a elongarse y a empujar a la plúmula hacia al exterior
(Figura 6D). En los días posteriores (13 y 15), la radícula
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se incrementó 15mm; mientras que la plúmula creció 2mm
más entre esos dos días (Figura 6E y F). Sin embargo,
entre los días 17 y 19, la radícula creció apenas 4mm más,
pero la plúmula se incrementó 7mm (Figura 6G y H).
Finalmente, entre los días 19 y 21, tanto la radícula como
la plúmula crecieron más, incrementándose 12 y 11mm,
respectivamente (Figura 6H e I).
Ensayo de Germinación
En el ensayo de germinación se observó un número similar
de plántulas normales y anormales, semillas muertas, y
frescas entre las cuatro repeticiones (Tabla 1). De acuerdo a
ISTA (2011), los resultados de una prueba de germinación
pueden ser conables solo si la diferencia entre las
repeticiones más altas y las más bajas están dentro de las
tolerancias aceptadas. La conabilidad se verica tomando
el porcentaje promedio de las repeticiones y redondeándolo
al número entero más cercano, y comparándolo con el rango
máximo tolerado. El resultado es considerado conable, si
la diferencia entre las repeticiones más altas y más bajas no
excede la tolerancia indicada (Tabla 1).
Tabla 1. Porcentaje de plántulas normales y anormales, y
semillas frescas y muertas por repetición luego de 28 días
Repetición Normales Anormales Frescas Muertas
I 47 4 19 30
II 45 9 14 32
III 42 6 22 30
IV 46 7 15 32
Sumatoria 180 26 70 124
Diferencia 3 5 8 2
Tolerancia
1
19 10 14 18
Promedio 45 6.5 17.5 31
Redondeo 45 7 17 31
1
Tolerancias entre repeticiones más altas y más bajas de porcentajes de
germinación en una prueba de germinación (prueba de dos colas a un
nivel de signicancia de 2,5 %) (ISTA, 2011).
Plántulas normales
En su mayoría fueron plántulas normales intactas, es
decir con todas sus estructuras esenciales completas y
bien desarrolladas (Bekendam y Grob, 1980; AOSA,
2005). Algunas plántulas presentaron ligera presencia de
zonas necróticas en la parte radicular (Bekendam y Grob,
1980), pero estas no afectaron su desarrollo. Como se
puede observar en la Tabla 1, el porcentaje de germinación
alcanzado fue de 45 % con temperaturas alternas de 20 –
30 °C a los 28 días. Knaewski (2008) obtuvo el 50 % de
plántulas emergidas entre los 14 y 11 días con temperaturas
constantes de 21 y 25 °C, respectivamente; mientras que
Pill, Frett y Morneau (1991) obtuvieron porcentajes de
germinación de 6, 90 y 91 % a temperaturas constantes de
10, 20 y 30 °C a los 22, 7 y 6 días, respectivamente. Cabe
indicar que tanto Knaewski (2008) y Pill et al. (1991) han
trabajado con el cultivar ‘Mary Washington’ y ensayos con
condiciones diferentes.
Plántulas anormales.
Las plántulas anormales que se observaron en las cuatro
repeticiones fueron en su mayoría plántulas deformes
que presentaron raíces primarias atroadas, podridas,
mazudas y con geotropismo negativo (Bekendam y Grob,
1980; AOSA, 2005). El porcentaje total de estas fue de
7 % (Tabla 1). Según Camacho (1994), los compuestos
fenólicos y otros compuestos volátiles que se encuentran
en la cubierta de las semillas inhiben la germinación, pero
en caso de haber germinación se producen radículas cortas,
deformes y necrosadas de la punta.
Semillas frescas
Con respecto a las semillas no germinadas, se observaron
que todas estaban turgentes por la absorción de agua.
Es por eso, que a todas las semillas no germinadas y
embebidas se las consideraron como semillas frescas.
En la Tabla 1 se puede ver que representaron el 17 %,
valor por encima del 5%, que obliga a vericar que las
semillas tienen o no el potencial para producir plántulas
normales a través de la prueba de viabilidad con tetrazolio
(SENASA, 2007). Estas semillas que no germinaron
probablemente se encuentren en estado de latencia, esto se
debería a la presencia de sustancias químicas inhibidoras,
fotosensibilidad (Salisbury y Ross, 1994) o factores no
adecuados que bloquean el proceso de germinación, tales
como la presencia de una testa lignicada (Robbins y
Borthwick, 1925).
Semillas muertas
Las semillas muertas que se encontraron en la prueba
fueron identicadas porque, después de presionadas, se
deshicieron inmediatamente. También, se observó que
las semillas estaban podridas interiormente debido a la
consistencia blanda del endospermo y la supercie mohosa
o mucilaginosa de la testa. Estas signicaron el 31 % del
total de semillas utilizadas en el ensayo (Tabla 1).
Ensayo de viabilidad
En el ensayo de viabilidad de Asparagus ofcinalis, los
resultados se basaron en la propuesta de patrón de tinción
obtenida después de la reacción del tetrazolio dentro de
los tejidos de la semilla interactuando con los procesos
bioquímicos de reducción en las células vivas gracias al
hidrógeno de las deshidrogenasas (ISTA, 2011). De esta
manera, las semillas viables tuvieron el embrión totalmente
teñido o con mínimas zonas sin teñir (Figura 7), mientras
que las semillas no viables no reaccionaron con el tetrazolio
y por lo tanto, se mantuvieron sin teñir o con mínimas
zonas teñidas a lo largo del embrión, y en algunos casos a
nivel del punto de inserción entre el cotiledón y la plúmula
(Figura 8). Por lo tanto, el uso de este reactivo permitió
distinguir las células vivas del embrión que se colorearon
de rojo, de las células muertas que permanecieron incoloras
y de las células que respiraron débilmente o enfermas, que
se colorearon de rosado (Peretti, 1994). En cuanto a la
C. B. Valdivia et al. / Anales Cientícos 79 (2): 386 - 392 (2018)
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intensidad de la coloración Peretti (1994) señala que esta
depende de cuán activa es la solución preparada, en este
experimento se utilizó una solución al 0,5 %, que parece
resultó ser adecuada para la tinción ya que se encuentra
dentro de lo permitido por ISTA (2011). En las semillas,
también se observó una tinción a nivel del endospermo
debido probablemente al excesivo remojo en tetrazolio.
n el análisis de varianza (ANVA) para semillas viables
(Tabla 2) se observa que los factores principales “forma de
humidicación” (H) y “tiempo de humidicación” (T) son
altamente signicativos, siendo el factor principal “tiempo
de inmersión en tetrazolio” (I) no signicativo. También
resultó signicativa la interacción H*T, mientras que las
interacciones H* I, T* I y la triple interacción resultaron
no signicativas. Los coecientes de variabilidad fueron
de 15,16 % para semillas viables y 15,21 % para semillas
no viables.
Tabla 2. Análisis ANVA para semillas viables
Fuente GL SC CM F calculado Pr > F
H 2 275.7916667 137.8958333 38.26 <0.0001 **
T 1 35.0208333 35.0208333 9.72 0.0036 **
I 1 2.5208333 2.5208333 0.70 0.4085 ns
H*T 2 28.7916667 14.3958333 3.99 0.0271 *
H*I 2 0.5416667 0.2708333 0.08 0.9278 ns
T*I 1 3.5208333 3.5208333 0.98 0.3296 ns
H*T*I 2 4.0416667 2.0208333 0.56 0.5757 ns
ns diferencia no signicativa.
* diferencia signicativa (p ≤ 0,05).
** diferencia altamente signicativa (p ≤ 0,001).
Como la interacción H*T fue signicativa no fue
necesario comparar las medias con la prueba de Tukey
al 0.05 para semillas viables de los factores H y T que
resultaron altamente signicativos. Sin embargo, la
respuesta del factor “forma de humidicación” (H)
depende del factor “tiempo de humidicación” (T) y
viceversa. Por tal razón, se puede observar en la Tabla
3, que el nivel “remojo en agua” (A) del factor H en
combinación con el nivel 48 horas del factor T presentan
los mayores porcentajes y medias de semillas viables.
Mientras que la combinación “sobre papel” (SP) con el
nivel 24 horas tiene los menores porcentajes y medias de
viabilidad. El proceso de humidicación proporciona a
las semillas un aumento de tamaño, el reblandecimiento
de las cubiertas seminales y la activación de los procesos
biológicos de germinación que serán útiles en las etapas
subsiguientes (Adam, 2007).
El factor “tiempo de inmersión en tetrazolio” (I) no
tuvo ningún efecto sobre la viabilidad de las semillas al
resultar no signicativo. Es por eso, que en los niveles
12 y 24 horas (Tabla 3) casi no hay variaciones entre los
porcentajes y las medias de viabilidad, lo que quiere decir,
que con cualquiera de los dos niveles, los resultados van
a ser muy semejantes. El tiempo que se requiere para
producir una tinción aceptable depende del tipo de semilla,
del método de preparación, de la sanidad y vigor de la
semilla, de la concentración de la solución de análisis y
especialmente de la temperatura (Adam, 2007).
Figura 7. Semillas viables
Figura 8. Semillas no viables
Tabla 3. Número de semillas viables de un total de 25 por
cada repetición
H SP EP A
T 24 h 48 h 24 h 48 h 24 h 48 h
I 12 24 12 24 12 24 12h 24 12 24 12 24
1 7 4 9 11 13 12 14 11 11 16 15 17
2 8 8 12 10 15 13 11 12 16 13 14 18
3 8 7 11 13 11 11 15 13 20 15 16 14
4 9 9 12 12 14 15 14 14 14 11 17 16
Media 8 7 11 12 13 13 14 13 15 14 16 16
% 32 28 44 48 52 52 56 52 60 56 64 64
Factor H: Forma de la humidicación. SP: Sobre papel.
Factor T: Tiempo de humidicación. EP: Entre papel.
Factor I: Tiempo de inmersión en tetrazolio. A: Agua.
4. Conclusiones
La semilla de Asparagus ofcinalis L. ha sido descrita
como completa, pues posee testa, endospermo y embrión.
El espárrago ha mostrado una germinación hipogea que
se ha iniciado en promedio al séptimo día. El ensayo de
germinación bajo condiciones controladas estableció un
porcentaje (45 %) por debajo del porcentaje de viabilidad
más alto (64 %), por presentar latencia debido a la testa
lignicada. Las condiciones más adecuadas para la prueba
de viabilidad han sido determinadas por la interacción
Prueba de tetrazolio en semillas de espárrago (Asparagus ofcinalis L.)
Julio - Diciembre 2018
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de los factores principales “forma de humidicación”
(H) y “tiempo de humidicación” (T): remojo en agua
por 48 horas. Finalmente, se recomiendan en futuras
investigaciones realizar diferentes cortes a la semilla para
exponer al embrión y así lograr una mejor absorción del
tetrazolio.
5. Literatura citada
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